Amplite 荧光法葡萄糖-6-磷酸检测试剂盒

	货号	13804	存储条件	在零下15度以下保存, 避免光照
	规格	200 Tests	价格	3924
	Ex (nm)	571	Em (nm)	585
	分子量		溶剂
	产品详细介绍

简要概述

Amplite 荧光法葡萄糖-6-磷酸检测试剂盒是美国AAT Bioquest生产的用于检测鞘磷脂的试剂盒，葡萄糖-6 – 磷酸（ G6P ）是用于葡萄糖到细胞转运的关键中间体。 G6P也可在肝脏和肌肉中转化为糖原或淀粉进行存储。 G6P是由葡萄糖-6 – 磷酸脱氢酶（ G6PD）用来生成在NADPH形式的还原当量。其中G6PD缺乏引起的溶血性贫血。 AAT Bioquest的Amplite 荧光葡萄糖-6 – 磷酸检测试剂盒提供了用于生物样品如血清，血浆，以及细胞培养样品中检测G6P一种简单，灵敏，快速的基于荧光的方法。在偶联酶测定中， 比例是专门由一个荧光NADPH传感器监测。荧光信号可以通过荧光酶标仪在EX/ EM = 530-570 nm/590-600纳米读取（建议EX / EM = 540 nm/590 nm建议）。Amplite G6P测定试剂盒，我们能够检测少至0.3 μM G6P在100微升反应体积。金畔生物是AAT Bioquest的中国代理商，为您提供最优质的Amplite 荧光法葡萄糖-6-磷酸检测试剂盒。 

产品说明书

样品实验方案

简要概述

1.准备G6P工作溶液（50 µL）
2.添加G6P标准品或测试样品（50 µL）
3.在室温下孵育30分钟-2小时
4.监测Ex / Em = 540/590 nm（截止= 570 nm）的荧光增加

溶液制备 

1.储备溶液

所有未使用的储备溶液应分为一次性使用的等分试样，并在制备后储存在-20°C下。 避免重复冻融循环。
1.1 NADP储备溶液（100X）：
在NADP小瓶（组分C）中加入100 µL H2O，制成100X NADP储备溶液。

1.2 G6P标准溶液（100 mM）：
将100 µL H2O或1x PBS缓冲液加到G6P标准品（组分D）的小瓶中，制成100 mM G6P标准品溶液。

2.标准溶液

G6P标准
将10 µL 100 mM G6P标准溶液加到990 µL 1x PBS缓冲液中，生成1 mM G6P标准溶液。 然后，将100 µL 1 mM G6P标准溶液添加到900 µL 1 x PBS缓冲液中，制成100 µM G6P标准溶液（G6P7）。 取100 µM G6P标准溶液（G6P7）并进行1：3连续稀释，以使用1x PBS缓冲液连续稀释G6P标准溶液（G6P6- G6P1）。注意：稀释的G6P标准溶液不稳定，应在4小时内使用。

3.工作溶液

3.1将5 mL测定缓冲液（组分B）加入一瓶酶探针（组分A）中，并充分混合。

3.2将50 µL 100X NADP储备溶液添加到组分A + B的瓶子中，并充分混合以制成G6P工作溶液。 注意：此G6P工作溶液足以用于一个96孔板。

样品操作及实验分析

表1.黑色96孔微孔板中G6P标准品和测试样品的布局。 G6P = G6P标准品（G6P1-G6P7，0.14至100 µM），BL =空白对照，TS =测试样品。

表2.每个孔的试剂组成

1.根据表1和2中提供的布局，准备G6P标准品（G6P），空白对照（BL）和测试样品（TS）。对于384孔板，每孔使用25 µL试剂代替50 µL。

2.在G6P标准品，空白对照和测试样品的每个孔中加入50 µL G6P工作溶液，以使G6P测定总体积为100 µL /孔。 对于384孔板，将25 µL G6P工作溶液添加到每个孔中，总体积为50 µL /孔。

3.避光保存，室温下孵育反应30分钟至2小时。

4.使用荧光板读数器在激发= 530-570 nm，发射= 590-600 nm（最佳Ex / Em = 540/590 nm，截止= 570nm）下监测荧光的增加。 注意：该板的内容物也可以转移到白色透明底板上，并通过吸光度酶标仪以A575nm / A605nm的比率进行读取。 与荧光读数相比，吸收检测的灵敏度较低。

参考文献

The microsomal enzyme 17beta-hydroxysteroid dehydrogenase 3 faces the cytoplasm and uses NADPH generated by glucose-6-phosphate dehydrogenase
Authors: Legeza B, Balazs Z, Nashev LG, Odermatt A.
Journal: Endocrinology (2013): 205

A novel cytofluorometric assay for the detection and quantification of glucose-6-phosphate dehydrogenase deficiency
Authors: Shah SS, Diakite SA, Traore K, Diakite M, Kwiatkowski DP, Rockett KA, Wellems TE, Fairhurst RM.
Journal: Sci Rep (2012): 299

Effects of glucose-6-phosphate dehydrogenase deficiency on the metabolic and cardiac responses to obesogenic or high-fructose diets
Authors: Hecker PA, Mapanga RF, Kimar CP, Ribeiro RF, Jr., Brown BH, O’Connell KA, Cox JW, Shekar KC, Asemu G, Essop MF, Stanley WC.
Journal: Am J Physiol Endocrinol Metab (2012): E959

Effects of laparoscopic Roux-en-Y gastric bypass on glucose-6 phosphate dehydrogenase activity in obese type 2 diabetics
Authors: Schneider AM, Rawat D, Weinstein LS, Gupte SA, Richards WO.
Journal: Surg Endosc (2012): 823

High prevalence of hemoglobin disorders and glucose-6-phosphate dehydrogenase (G6PD) deficiency in the Republic of Guinea (West Africa)
Authors: Millimono TS, Loua KM, Rath SL, Relvas L, Bento C, Diakite M, Jarvis M, Daries N, Ribeiro LM, Manco L, Kaeda JS.
Journal: Hemoglobin (2012): 25

Molecular characterization of glucose-6-phosphate dehydrogenase deficient variants in Baghdad city – Iraq
Authors: Al-Musawi BM, Al-Allawi N, Abdul-Majeed BA, Eissa AA, Jubrael JM, Hamamy H.
Journal: BMC Blood Disord (2012): 4

Alternative targeting of Arabidopsis plastidic glucose-6-phosphate dehydrogenase G6PD1 involves cysteine-dependent interaction with G6PD4 in the cytosol
Authors: Meyer T, Holscher C, Schwoppe C, von Schaewen A.
Journal: Plant J (2011): 745

Frequency of glucose-6-phosphate dehydrogenase deficiency in malaria patients from six African countries enrolled in two randomized anti-malarial clinical trials
Authors: Carter N, Pamba A, Duparc S, Waitumbi JN.
Journal: Malar J (2011): 241

Glucose-6-phosphate dehydrogenase status and severity of malarial anaemia in Nigerian children
Authors: Orimadegun AE, Sodeinde O.
Journal: J Infect Dev Ctries (2011): 792

Implementation and analysis of a pilot in-hospital newborn screening program for glucose-6-phosphate dehydrogenase deficiency in the United States
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产品说明书

样品实验方案

简要概述

1.平板细胞并根据需要处理细胞
2.加入10μL/孔2-DG并在37℃下孵育20-40分钟
3.洗涤细胞并裂解细胞
4.加入50μl/孔的2-DG Uptake Assay工作溶液
5.在室温下孵育30至120分钟
6.监测Ex / Em = 540 / 590nm处的荧光增加

溶液配制

1.储备溶液配制

除非另有说明，否则所有未使用的储备溶液应分成一次性等分试样，并在制备后储存在-20°C。 避免反复冻融循环。
KRPH缓冲液原液（1X）：
将20mL KRPH缓冲液（5X）（组分H）加入到80mL去离子水中并充分混合。 注意：对于大约一个96孔板，50 mL体积的1×KRPH缓冲液就足够了。 按比例准备所需的音量。 将未使用的1×KRPH存放在4ºC或-20ºC。

2.工作溶液配制

1. NADP工作溶液：
将100μLH₂O加入到NADP（组分G）的小瓶中并充分混合。

2.酶探针工作溶液：
将5mL测定缓冲液（组分F）加入酶探针瓶（组分E）中并充分混合。

3. 2-DG摄取分析工作溶液：
将100μL的NADP工作溶液加入酶探针工作溶液中并充分混合。 注意：这些数量适用于一个96孔板。

操作步骤

重要提示：该方案可用作培养3T3-L1脂肪细胞用于2-DG摄取的指导。

1.在生长培养基中以50,000-80,000细胞/孔/100μL/ 96孔或12,500-20,000细胞/孔/25μL/ 384-孔黑壁/透明底细胞培养Poly-D赖氨酸平板培养4-6小时。

2.从培养箱中取出细胞板，从孔中吸出培养基，用100μl/孔（96孔板）或25μl/孔（384孔板）无血清培养基除去细胞。将细胞在37ºC，5％CO₂培养箱中孵育6小时至过夜。

3.从培养箱中取出细胞板，从孔中吸出培养基，用100μL/孔1×KRPH缓冲液轻轻洗涤细胞两次。

4.加入90μL/孔葡萄糖摄取缓冲液（组分B）并在37℃，5％CO₂培养箱中孵育细胞1小时。

5.用或不用胰岛素或试验化合物刺激20分钟。加入10μL/孔的10×胰岛素溶液至终浓度为1μM或10×化合物测试溶液。并且还向未处理的孔中加入10μL胰岛素载体缓冲液或复合载体缓冲液作为对照，并在37℃，5％CO₂培养箱中孵育20分钟。

6.对于葡萄糖摄取抑制研究，加入10×Phloretin至终浓度为200 uM或测试抑制剂，并在37ºC，5％CO₂下孵育2-5分钟。注意：建议将10mL抑制剂载体缓冲液加入胰岛素处理和未处理的孔中作为对照。 Phloretin处理的细胞可用作阳性对照。

7.向每个孔中加入10μL/孔2-DG溶液（组分A），并在37℃，5％CO₂培养箱中孵育20-40分钟。对于阴性对照，留下一些未经胰岛素，抑制剂和2-DG处理的孔。

8.处理后，取出每孔中的溶液，用KRPH缓冲液轻轻洗涤细胞3次，100μL/孔，从溶液中除去额外的2-DG。从孔中移除KRPH缓冲液。

9.向每个孔中加入25μL/孔酸性裂解缓冲液（组分C），并在37℃下孵育20分钟以裂解细胞。并且可以同时制备2DG摄取测定混合物。

10.向每个孔中加入25μL/孔中和缓冲液（组分D），充分混合，在室温下放置5-10分钟以中和细胞裂解物。

11.向2DG6P标准品或细胞裂解液的每个孔中加入50μL2DGUptake Assay工作溶液。

12.在室温下孵育反应30分钟至2小时，避光。

13.用Ex / Em = 530-570 / 590-600nm的荧光板读数器监测荧光增加（最佳Ex / Em = 540 / 590nm，在570nm处截止）。

数据分析

参考文献

Panax notoginseng saponins alleviate skeletal muscle insulin resistance by regulating the IRS 1-PI 3K-AKT signaling pathway and GLUT 4 expression
Authors: Xuan Guo, Wen Sun, Guangbin Luo, Lili Wu, Guangyuan Xu, Dan Hou, Yi Hou, Xiangyu Guo, Xiaohong Mu, Lingling Qin
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	货号	36500	存储条件	在零下15度以下保存, 避免光照
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	分子量		溶剂
	产品详细介绍

简要概述

Screen Quest 荧光法葡萄糖摄取检测试剂盒是美国AAT Bioquest生产的用于葡萄糖检测的试剂盒，葡萄糖转运系统负责将葡萄糖转运穿过细胞膜。测量组织和细胞中2-葡萄糖类似物2-脱氧葡萄糖（2-DG）的摄取被广泛接受作为估计葡萄糖摄取量和研究葡萄糖代谢的调节和胰岛素抗性机制的可靠方法。 2-DG摄取通常通过使用用氚或C14标记的非代谢的2-DG来确定。然而，常规使用放射性标记的探针是昂贵的并且需要繁琐的特殊处理程序。 AAT Bioquest的Screen Quest 荧光葡萄糖摄取分析试剂盒可在细胞中提供灵敏的非放射性分析。在该测定中，2-DG被葡萄糖转运蛋白吸收，并代谢成2-DG-6-磷酸（2-DG6P）。不可代谢的2-DG6P在细胞中积累，并且与细胞的葡萄糖摄取成比例。累积的2-DG6P被酶促氧化并产生NADPH，其通过荧光NADPH探针特异性监测。可以通过荧光酶标仪读取信号。金畔生物是AAT Bioquest的中国代理商，为您提供最优质的Screen Quest 荧光法葡萄糖摄取检测试剂盒。 

产品说明书

样品实验方案

简要概述

1.平板细胞并根据需要处理细胞
2.加入10μL/孔2-DG并在37℃下孵育20-40分钟
3.洗涤细胞并裂解细胞
4.加入50μl/孔的2-DG Uptake Assay工作溶液
5.在室温下孵育30至120分钟
6.监测Ex / Em = 540 / 590nm处的荧光增加

溶液配制

1.储备溶液配制

除非另有说明，否则所有未使用的储备溶液应分成一次性等分试样，并在制备后储存在-20°C。 避免反复冻融循环。
KRPH缓冲液原液（1X）：
将20mL KRPH缓冲液（5X）（组分H）加入到80mL去离子水中并充分混合。 注意：对于大约一个96孔板，50 mL体积的1×KRPH缓冲液就足够了。 按比例准备所需的音量。 将未使用的1×KRPH存放在4ºC或-20ºC。

2.工作溶液配制

1. NADP工作溶液：
将100μLH₂O加入到NADP（组分G）的小瓶中并充分混合。

2.酶探针工作溶液：
将5mL测定缓冲液（组分F）加入酶探针瓶（组分E）中并充分混合。

3. 2-DG摄取分析工作溶液：
将100μL的NADP工作溶液加入酶探针工作溶液中并充分混合。 注意：这些数量适用于一个96孔板。

操作步骤

重要提示：该方案可用作培养3T3-L1脂肪细胞用于2-DG摄取的指导。

1.在生长培养基中以50,000-80,000细胞/孔/100μL/ 96孔或12,500-20,000细胞/孔/25μL/ 384-孔黑壁/透明底细胞培养Poly-D赖氨酸平板培养4-6小时。

2.从培养箱中取出细胞板，从孔中吸出培养基，用100μl/孔（96孔板）或25μl/孔（384孔板）无血清培养基除去细胞。将细胞在37ºC，5％CO₂培养箱中孵育6小时至过夜。

3.从培养箱中取出细胞板，从孔中吸出培养基，用100μL/孔1×KRPH缓冲液轻轻洗涤细胞两次。

4.加入90μL/孔葡萄糖摄取缓冲液（组分B）并在37℃，5％CO₂培养箱中孵育细胞1小时。

5.用或不用胰岛素或试验化合物刺激20分钟。加入10μL/孔的10×胰岛素溶液至终浓度为1μM或10×化合物测试溶液。并且还向未处理的孔中加入10μL胰岛素载体缓冲液或复合载体缓冲液作为对照，并在37℃，5％CO₂培养箱中孵育20分钟。

6.对于葡萄糖摄取抑制研究，加入10×Phloretin至终浓度为200 uM或测试抑制剂，并在37ºC，5％CO₂下孵育2-5分钟。注意：建议将10mL抑制剂载体缓冲液加入胰岛素处理和未处理的孔中作为对照。 Phloretin处理的细胞可用作阳性对照。

7.向每个孔中加入10μL/孔2-DG溶液（组分A），并在37℃，5％CO₂培养箱中孵育20-40分钟。对于阴性对照，留下一些未经胰岛素，抑制剂和2-DG处理的孔。

8.处理后，取出每孔中的溶液，用KRPH缓冲液轻轻洗涤细胞3次，100μL/孔，从溶液中除去额外的2-DG。从孔中移除KRPH缓冲液。

9.向每个孔中加入25μL/孔酸性裂解缓冲液（组分C），并在37℃下孵育20分钟以裂解细胞。并且可以同时制备2DG摄取测定混合物。

10.向每个孔中加入25μL/孔中和缓冲液（组分D），充分混合，在室温下放置5-10分钟以中和细胞裂解物。

11.向2DG6P标准品或细胞裂解液的每个孔中加入50μL2DGUptake Assay工作溶液。

12.在室温下孵育反应30分钟至2小时，避光。

13.用Ex / Em = 530-570 / 590-600nm的荧光板读数器监测荧光增加（最佳Ex / Em = 540 / 590nm，在570nm处截止）。

数据分析

参考文献

Panax notoginseng saponins alleviate skeletal muscle insulin resistance by regulating the IRS 1-PI 3K-AKT signaling pathway and GLUT 4 expression
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Authors: Qin Zhao, Jinfang Liao, Zhenjun Diwu
Journal: Biophysical Journal (2014): 369a

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